Protozoen

Inhaltsverzeichnis:

Einleitung

1. Systematik der Protozoa
2. Material und Methoden
   1. Untersuchen von Kulturenansätze in verschiedenen Lösungen (Infusionen)
   2. Kulturansätze auf Erd-Agar
   3. Cystenansätze
   4. Mikrotomschnitt und Färbung
   5. Paramecium caudatum
   6. Bewegungsstudie Chaos chaos
   7. Studie: Foraminifera, Dinoflagellaten
   8. Parasiten: Trypanosoma congloense, Cryptobia
3. Diskussion, Erläuterungen
   1. Untersuchen von Kulturenansätze in verschiedenen Lösungen (Infusionen)
   2.  Kulturansätze auf Erd-Agar
   3. Cystenansätze
   4. Mikrotomschnitt und Färbung
   5. Paramecium caudatum
   6. Bewegungsstudie Chaos chaos
   7. Parasiten: Tripanosoma congolense, Cryptobia
4. Literatur

Einleitung
Protozoen sind Eukaryota, die als ein- oder mehrkernige Einzeller leben. Sie sind meistens mikroskopisch klein. Wie jede Zelle werden sie von einer Zellmembran umgeben und enthalten mindestens einen Zellkern. Die Besonderheit der Protozoen liegt darin, dass sie alle Lebensfunktionen als Einzeller ausüben müssen. Häufig treten komplexe Strukturen auf, die an die Organe höherer Tiere erinnern. Diese Strukturen werden als Organellen bezeichnet. Die Fortbewegung wird mit Hilfe besonderer Bewegungsorganellen ausgeführt. Sie können Lappenartige Fortsätze des Cytoplasmas sein, die als Scheinfüßchen (Pseudopodien) bezeichnet werden. Sie sind Fortsätze des Cytoplasmas und können jederzeit zurückgebildet werden. Diese Art der Lokomotion ist bei den Amöben zu beobachten und ermöglicht nur eine langsame Fortbewegung. Die Pseudopodien anderer Einzeller sind fadenartig. Sie werden als Geißeln (bei den Flagellata) oder Cilien (bei den Cilliata) bezeichnet.

Die Geißeln sind sehr dünne oft mehr als körperlange Bewegungsorganellen. Die Cilien werden dagegen als spezialisierte Geißeln betrachtet, sie sind aber meistens kürzer als diese und in einer höheren Anzahl zu beobachten. Dadurch zeigen die Cilien auch einen höheren Grad der Koordination. Geißeln und Wimpern dienen häufig nicht nur der Fortbewegung, sondern auch dem Nahrungserwerb. Die Art und Weise der Ernähung der Protozoen ist vielfältig. Viele Flagellaten sind in der Lage sich wie Pflanzen, autoroph zu ernähren, die meisten Einzeller aber ernähren sich wie Tiere, heterotroph. Für sie ist die Aufnahme organischen Materials lebensnotwendig. Liegen diese in gelöster Form vor, erfolgt die Aufnahme durch die Pinocytose. Die Aufnahme fester Nahrungspartikel nennt Phagocytose. Wenn der Zellkörper aber eine verfestigte Körperoberfläche (Cortex) besitzt, dient der Nahrungsaufnahme meist ein Zellmund (Cytostom). Eine andere Körperstelle dient als Zellafter (Cytopyge). Oft ist der Bereich des Cytostoms mit Cilien besetzt, die für das hereinstrudeln der Nahrung sorgen.

Manche Flagellaten ernähren sich sowohl autotroph wie heterotroph, also amphitroph. Protozoen leben im Wasser oder in wässrigen Flüssigkeiten. Ungünstige Lebensbedingungen, überweilen viele von ihnen in Cysten. Sie bilden eine mehrschichtige widerstandsfähige Hülle um sich herum. Der Zellkern der Einzeller ist wie bei den Metazoen aufgebaut. Neben Arten mit einem Kern kommen auch Arten mit zwei oder mehreren Kernen vor. Dieser Kerndualismus kommt bei den Ciliaten und einige Foraminiferen vor. Neben einem Makronucleus ist noch ein kleinerer Mikronucleus vorhanden. Sie werden entsprechend ihrer Funktionen auch somatischer und generativer Kern bezeichnet. Die Vermehrung erfolgt durch Zellteilungen, die als Längs-, Quer-, oder Diagonalteilung ablaufen kann. Die Erzeugung neuer Zellindividuen kann auch als Knospung oder multiple Teilung stattfinden. Anders wie bei den Metazoa sind bei den Protozoa Geschlechtsvorgänge nicht immer mit Vermehrung verknüpft, das zeigt die Autogamie und die Konjugation.

1. Systematik der Protozoa

1. Stamm Flagellata
   1. Ordnung Choanoflagellata
   2. Ordnung Trichomonadida
   3. Ordnung Diplomonadida
   4. Ordnung Hypermastigida
   5. Ordnung Kinetoplastida
   6. Ordnung Opalinida
2. Stamm Rhizopoda
   1. Ordnung Amoebina
   2. Ordnung Testacea
   3. Ordnung Foraminifera
   4. Ordnung Heliozoa
   5. Ordnung Radiolaria
3. Stamm Apicomplexa
   1. Ordnung Gregarinida
   2. Ordnung Coccidia
   3. Ordnung Piroplasmida
4. Stamm Microspora
5. Stamm Myxozoa
6. Stamm Ciliata
   1. Ordnung Holotricha
   2. Ordnung Peritricha
   3. Ordnung Spirotricha
   4. Ordnung Chonotricha
   5. Ordnung Suctoria

2. Material und Methoden

2.1. Untersuchen von Kulturenansätze in verschiedenen Lösungen (Infusionen)
Protozoen wurden aus dem Teich am Tierhaus mit Hilfe eines Planktonnetzes entnommen und in verschiedene zuvor hergestellte Lösungen eingeimpft. Es wurden drei Kulturen mit Hefelösung, bzw. Heulösung und eine Kultur mit Bananenlösung angesetzt. Die Kulturen werden täglich kontrolliert und gegebenenfalls übergeimpft

1.1.1. Heuaufguß
10 g Heu werden pro Liter Leitungswasser 20 min abgekocht, abgekühlt und danach mit Leitungswasser 1:1 verdünnt.

1.1.2. Hefeaufguß
Eine halbe Hefetablette und eine Prise Fischfutter werden mit einem Liter Wasser
versetzt und 20 min abgekocht. Danach fügt man die andere Hälfte der Tablette hinzu und lässt die Lösung abkühlen.

1.1.3. Bananenaufguß
Bananenschalen werden getrocknet und bei 60 °C pulverisiert.
1,4 g des Pulvers werden mit einem Liter Wasser 20 min abgekocht und danach abgekühlt.
2.2. Kulturansätze auf Erd-Agar

Die Proben wurden mit Hilfe eines Planktonnetzes aus verschiedenen Gewässern entnommen. Die Gewässerproben wurden auf dem Vogelsberg genommen.

Erdlösung
Drei kg unbelastete, ungedüngte Erde werden mit drei Liter Leitungswasser drei Stunden abgekocht und über Nacht stehen gelassen. Danach wird die Lösung (Stammlösung) zentrifugiert.
25cm3 der so gewonnenen Lösung wird mit einem Liter Aaqua dest. und acht Tropfen Tormin versetzt. Die Lösung wird 20 min erhitzt und im Wasserbad anschließend abgekühlt.

Erd-Agar
Agar Agar wird vorsichtig bis kurz vor dem Sieden erhitzt und anschließend ein Finger hoch in eine Schale gegossen. Nach dem Abkühlen werden zwei Pipetten mit Erdlösung dazugegeben. Danach werden drei Kulturen angesetzt, mit jeweils unterschiedlichen Proben. Zwei Ansätze werden mit Proben aus einem Forellenteich bestückt, jeweils eine aus der horizontalen Ebene und eine aus der vertikalen Ebene. Eine dritte Kultur wird mit einer Gewässerprobe aus dem Hochmoor angesetzt. Bevor jeweils zwei Pipetten der Proben zu den Ansätzen dazugegeben werden, müssen die in den Proben vorhandenen Crustaceen herausgefiltert werden. Die Kulturen werden täglich kontrolliert und gegebenenfalls übergeimpft.

2.3. Cystenansätze

2.3.1 Ansatz: Actinosphaerium-Cysten
Lösung A: Ein Liter Erdlösung und vierzehn Tropfen Tormin werden über Nacht durchgelüftet. Die Lösung besitzt danach einen pH von 5,2.

Lösung B: Ein Liter Erdlösung wird mit zehn Gramm Heu versetzt und zehn Minuten gekocht. Danach wird die Lösung filtriert und ebenfalls über Nacht durchgelüftet. Daraufhin stellt sich ein pH von 5,3 ein.

Ansatz: Ein Liter der Lösung A wird mit einer Pipette zentriefugierter Paramecium, zwei Pipetten Tetrahymena, drei Heustengel und 30 ml der Lösung B versetzt. Kleine Ciliaten wie Tetrahymena sind als Erstnahrung für die Heliozoen notwendig, da sie nur im ausgewachsenen Stadium größere Ciliaten wie Paramecium fressen können. In diese Lösung werden die Heliozoa Cysten gegeben. Dieser Ansatz wird täglich kontrolliert. Nach dem Schlüpfen der Heliozoen müssen diese mit Paramecien gefüttert werden. Das Fressverhalten dieser Protozoen kann somit beobachtet werden. Nach fünf Tagen werden die Actinosphaerien mit Paramecien überfüttert, so dass sie wieder in das Cystenstadium übergehen.

2.3.2 Ansatz: Didinium nasutum-Cysten
Ein Liter der Lösung A wird destilliert, mit drei Gramm Heu eine Minute lang abgekocht, über Nacht durchgelüftet und anschließend filtriert. Die Lösung wird mit drei bis fünf Heustengel, 100 ml Cysten, und zwei Pipetten zentrifugierte Paramecien versetzt.
Nach der Entcystierung müssen die Didinien mit Paramecien gefüttert werden. Auch hierbei sind die Fressvorgänge zu beobachten. Nach fünf Tagen werden diese Protozoen ebenfalls mit Paramecium überfüttert, so dass sie sich Encystieren.

2.4. Mikrotomschnitt und Färbung
Die Gussschalen werden mit Trennungsmittel (Eiweißglycerin) ausgestrichen, dann wird eine Blindschicht in die Schalen gegossen und das Objekt, in diesem Fall je zwei mal Samenblase von Lumbricus terrestris und einmal die Niere der Hainschnirkelschnecke, auf diese Schicht gelegt. Danach wird eine Deckschicht darüber gegossen. Das Gussmittel besteht aus Parafin. Der Guß sollte langsam, homogen und nicht in der Kälte auskühlen. Nachdem das Paraffin völlig ausgekühlt ist werden die Objekte aufgeblockt und mikrotomiert. Es werden je acht Objektträger pro Block bestückt.

2.4.1. PAS-Färbung
Zuerst wird der Schnitt entparfiniert, indem der Schnitt mit Xylol l, Xylol ll, Isopropanol, Äthanol 96%, Äthanol 90%, Äthanol 70% bearbeitet wird. Anschließend wird mit Perjodsäure bei Zimmertemperatur oxydiert und danach wird mit Alkohol 70% abgespült. Daraufhin wird der Objektträger in die Schiff’sche Base 45 min lang eingestellt. Nach dieser Prozedur wird der Schnitt drei mal jeweils fünf Minuten mit Sulfidwasser behandelt. Anschließend wird der Objektträger mit Leitungswasser gespült, damit nun die Kernfärbung mit Hämalaun nach Meyer Folgen kann (Färbedauer: 4-6 min), danach wird unter fließendem Wasser 15 min gespült, damit der Schnitt rasch in aufsteigender Alkoholreihe entwässert und anschließend eingebettet werden kann.
Bei dieser Färbung werden die Parasiten gekennzeichnet. Es werden fünf Samenblasen-Schnitte und sechs Nieren-Schnitte mit dieser Methode eingefärbt.

2.4.2. Hämatoxylin-Eosin Färbung
Die Schnitte werden in Xylol entparfiniert und anschließend mit einer absteigenden Alkoholreihe behandelt. Die Objekte werden mit Aqua dest. gespült und daraufhin mit Hämalaun (nach Meyer) 4-6 min eingefärbt. Es wird erneut mit aqua dest. und unter fließendem Leitungswasser gespült. Nachfolgend wird der Schnitt noch einmal mit Aqua dest. behandelt um ihn anschließend mit Eosin erneut zu färben. Nun wird wieder mit Aqua dest. gespült um den Schnitt nun in einer aufsteigenden Alkoholreihe zu entwässern und ihn darauffolgend einzudeckeln. Das Ergebnis ist, dass der Kern leuchten blau und das Cytoplasma rot gefärbt ist. Somit werden die Kernverhältnisse und die Membranverhältnisse aufgeklärt. Diese Färbemethode wurde bei fünf Samenblasen-Schnitten und drei Nieren-Schnitten angewendet.

2.5. Paramecium caudatum

2.5.1 Silberliniendarstellung
Die Paramecien werden auf insgesamt drei Deckgläsern ausgestrichen und mit Hilfe eines Föns, mit kalter Luft getrocknet. Nach dem Trocknen der Ausstriche kommen sie acht Minuten in eine wässrige, 2%-ige Silbernitratlösung. Diese Lösung muss völlig dunkel stehen. Danach werden die Präparate drei mal mit destilliertem Wasser gewaschen. Danach werden die Deckgläser in eine Petrischale, gefüllt mit Aqua dest., gelegt und diffusem Tageslicht ausgesetzt. Nach drei bis vier Stunden muss kontrolliert werden, ob die Pellikularstrukturn (Silberlinien) schwarz erscheinen. Wenn das nicht der Fall ist müssen die Objektträger weiter in der Petrischale belassen werden. Hat aber die Imrpägnation den notwendigen Farbton erreicht, werden die Objekte getrocknet und anschließend eingedeckelt. Diese Darstellungsmethode ist besonders gut geeignet zur Kenntlichmachung von Fibrillen und anderen Protoplasmadifferenzierungen, vor allem bei den Ciliaten.

2.5.2 Ausstrichverfahren nach Breßlau
Auch bei diesem Verfahren bringt man einen kleinen Tropfen Paramecien auf jeweils drei Objektträger und setzt einen gleich großen Tropfen Opalblau-Phloxinrhodaminlösung daneben und verrührt die beiden Tropfen miteinander. Diese Flüssigkeit wird dann dünn auf dem Objektträger ausgestrichen. Anschließend wird die Flüssigkeit mit einem Fön getrocknet, es darf aber ausschließlich nur kalte Luft verwendet werden. Nach dem Trocknen werden die Objekte eingedeckelt. Bei dieser Färbemethode werden die Oberflächenskulpturen, Wimpern, usw. dargestellt

2.5.3 Cyclose
Bierhefe wird mit dem Farbstoff Neutralrot unter Rückfluß vier Stunden lang erhitzt. Das Produkt ist im Tiefkühlfach über Monate haltbar. Neutralrot ist ein Indikator, mit dem man die pH-Wert Veränderung in den Vakuolen der Paramecien beobachten kann.
Mit einer Pipette gibt man einen Tropfen Paramecien auf einen Objektträger und mischt einen kleinen Tropfen der angefärbten Bierhefe dazu. Nun kann unter dem Mikroskop der Verdauungszyklus der Paramecien beobachtet werden.

2.5.4 Trichcoystenabschuß
Man gibt einen Tropfen Paramecium auf den Objektträger und hält eine Pipette mit Essigsäure über diesen Tropfen.

2.6. Bewegungsstudie Chaos chaos
Ein Tropfen einer Ämöben reichen Lösung wird auf einen Objektträger gegeben. Die Protozoen werden unter dem Mikroskop beobachtet.

2.7. Studie: Foraminifera, Dinoflagellaten

2.7.1. Foraminifera
Diese Protozoen werden als Präparate und in vivo studiert.

2.7.2. Dinoflagellaten
Diese Flagellaten wurden fixiert mikroskopiert (Loch Long). Damit man die Protozoen besser mikroskopieren kann, muss man die Bewegung der Einzeller verlangsamen. Dies kann man mit Tapetenleim erreichen.

Ansatz: 12,5 g Tapetenkleisterpulver mit einem Liter Wasser vermischen (klumpenfrei) und über Nacht stehen lassen. Am nächsten Tag nimmt man einen Teil der Stammlösung und einen Teil Aqua dest. und stellt den pH-Wert auf sieben ein.
Zur Protozoenberuhigung nimmt man drei Pipetten des verdünnten Leims und eine Pipette der zu beruhigenden Protozoen.

2.8 Parasiten: Trypanosoma congloense, Cryptobia
Fertigpräparate von Cryptobia und Trypanosoma congolense werden unter dem Mikroskop studiert.

3. Diskussion, Erläuterungen

3.1. Untersuchen von Kulturenansätze in verschiedenen Lösungen (Infusionen)

3.1.1. Heuaufguß
Am Anfang entwickeln sich Bakterien in großer Menge, sie bilden ca. am dritten Tag eine Zoogloea, eine Bakterienhaut. Etwa zu diesem Zeitpunkt entsteht eine Protozoenfauna. Zuerst sieht man kleine Ciliaten, wie Tetrahymena, die sich von Bakterien ernähren, erst später treten größere Ciliaten auf (z.B.Stentor), die sich von kleineren Protozoen ernähren. In diesen Ansätzen waren keine Paramecien vorhanden, dieses deckt sich mit der Aussage, dass Paramecien nicht in Heuaufgüssen zu finden sind. Als Begründung wird die nicht vorhandene Cystenbildung angegeben

3.1.2. Hefeaufguß
In diesem Ansatz sind anfangs auch nur Bakterien zu sehen, doch schon am zweiten Tag sind die ersten Cilaten zu beobachten. Am dritten Tag treten die ersten Paramecien und die ersten Tetrahymena auf. Dieses ist vor allem im zweiten Ansatz zu beobachten. Die Ansätze eins und drei werden am vierten Tag übergeimpft, da kaum Protozoen auftreten und ein starker Geruch vorhanden ist, der auf eine hohe Bakterienanzahl zurückzuführen ist. Das kann auf der tatsache beruhen, dass die Schalen der beiden Ansätze hoch mit der Hefelösung gefüllt waren und diese Gefäße auch noch verschlossen waren. Somit war für diese Geschehnisse eventuell ein Sauerstoffmangel verantwortlich.

3.1.3. Bananenaufguß
Bei dem Bananenaufguß sind in den ersten Tagen nur Bakterien sichtbar. Erst am vierten Tag kommen Tetrahymena und Paramecien dazu. Am siebten Tag sind auch größere Ciliaten wie Stylonychia und am achten Tag auch Kerenopsis zu sehen. Diese Ergebnisse stimmen nicht ganz mit den Erfahrungswerten überein. Aussagen nach sollen Protozoen schneller und vor allem in größeren Mengen auftreten. Ein Fehler könnte sein, dass auch bei diesem Ansatz zu wenig Luftsauerstoff vorhanden war.

Bei allen Ansätzen ist zu beobachten, dass erst die bakterienfressenden Protozoen auftreten und erst am siebten oder achten Tag erst die Einzeller, die sich von kleineren Tieren ernähren. Hätte man den Versuch noch weitergeführt hätte man auch noch Voticella und Amöben zu Gesicht bekommen. Diese brauchen aber mehrere Wochen für ihre Entwicklung.

3.2. Kulturansätze auf Erd-Agar
Forellenteich horizontale Ebene:
An den ersten fünf Tagen waren keine Protozoen in den Ansätzen zu finden. Erst ab dem sechsten Tag waren Halteria cirrifera und Trachelius ovum zu finden.
Forellenteich vertikale Ebene:
Ab dem fünften Tag traten vereinzelt Trachelius ovum auf.
Hochmoor:
Tetrahymena und Paramecium traten ab dem zweiten Tag vereinzelt auf, wurden mit der Zeit aber immer häufiger.

Es sollen eigentlich nur im Ausgangsgewässer Hochmoor Amöben zu finden sein, aber sie sind ebenfalls in der Gewässerprobe des Forellenteichs zu sehen. Das kann nur darauf zurückzuführen sein, dass durch den erhöhten Wasserstand die Amöben in den Forellenteich gespült wurden. In diesen Ansätzen sind erst spät Protozoen zu beobachten. In diesem Falle spielt der Faktor Zeit eine wichtige Rolle. Es ist zu vermuten, dass nach einigen Wochen die Ausbeute wesentlich höher ausgefallen wäre.

3.3. Cystenansätze
Die Protozoen scheiden eine Hülle ab und ziehen sich so von der Außenwelt zurück. Solche Einflüsse können sein, Nahrungsmangel, chemische Veränderung des Mediums Austrocknung des Lebensraumes, starke Abkühlung. Die Einzeller ziehen vor der Cystenbildung ihren Körper zu einer Kugel zusammen, dabei wird das Plasma von halbverdauten Nahrungsresten und Exkretkörnern befreit. Die pulsierende Vakuole sorgt für eine Wasserabgabe.

3.3.1. Ansatz: Actinosphaerium
Fressverhalten:
Bei Actinosphaerium ist erst eine gewisse Stoßwirkung, die ein Fremdkörper auf die Axopodien ausübt entscheidend, ob dieser dem Heliozoon zum Opfer fällt. Es wurde beobachtet, dass Paramecien sich zwischen den Axopodien aufhielten, ohne an diesen hängen zubleiben. Stößt aber ein Protozoe gegen die Axopodien wird eine Reaktion ausgelöst. Es wird eine klebrige Substanz abgesondert, durch welche das Tier festgehalten wird. Danach wird der Einzeller mit Hilfe von Protoplasmaströmungen einverleibt.
Für die Encystierung sind in der Regel ungünstige Bedingungen der Umwelt verantwortlich.

3.3.2. Ansatz: Didinium nasutum
Fressverhalten:
Die Beute der Didinien (Paramecium caudatum) übt keinerlei Reiz, auf geringer Entfernung auf den Räuber aus. Die Räuber schwimmen auf die Beute zu, verfehlen diese aber um wenige Millimeter, die Schwimmbewegungen werden also nicht in Richtung der Beute korrigiert. Die Paramecien werden nur bei einem zufälligen Zusammenstoßen mit dem Räuber gefressen. Es entsteht ein fester Kontakt mit dem Paramecium. Hierbei treten die Haftstiftchen in Verbindung mit der Pellicula des Opfers. Es wird durch die Trichocysten vergiftet und als Ganzes verschlungen. Der Schlingakt wird durch ein en Stoff ausgelöst, der durch das Cytoplasma des abgetöteten Parameciums fließt.

3.4. Mikrotomschnitt und Färbung

3.4.1 Monocystis agilis
Monocystis parasitieren in den Samenblasen von Regenwürmern. Die infektiösen Stadien sind die Sporocysten (Sporen). Sie gelangen aus den Samenblasen der Regenwürmer in den Darm der Vögel und werden mit ihrem Kot weiter verbreitet. Über aufgenommene Erde gelangen die Sporocysten in den Darm der Regenwürmer. Sporozoiten werden aus den Cysten freigesetzt und gelangen in die Samenblase des Regenwurms, dort wachsen sie als Trophozoite zu Gamonten heran. Die ausgewachsenen Gamonten lagern sich paarweise aneinander (Gamontogamie),das Gamontenpaar wird auch Syzygie genannt. Die Syzygie umgibt sich mit einer Hülle, der Gamontencyste. In ihr macht jeder der einkernigen Gamonten eine starke Kernvermehrung durch. Unter Aufteilung des Cytoplasmas entstehen dann zahlreiche Gameteten. Gameten verschiedener Gamonten verschmelzen dann zu Cygoten (Überdauerungsstadium). Nicht aufgeteiltes Cytopasma, bzw. nicht zur Kopulation gekommene Gameten bleiben als dunkle Restkörper zurück. Hiermit ist die Gamogonie abgeschlossen (Teil der Entwicklung mit Geschlechtsprozessen). Die in der Gamogonie gebildeten Cygoten umgeben sich mit einer festen Hülle und strecken sich daraufhin zur Zitronenform (Sporocysten, bzw. Sporen). Der Inhalt der Sporocysten teilt sich unter Reduktion des diploiden Chromosomensatzes in acht haploide Sporozoiten. Diesen Vorgang nennt man Sporogonie. Die daraus hervorgehende Generation, die Sporozoite, sind das Jugendstadium der Gamonten.

3.4.2 Klossia heliciana
Klossien kommen in den Nieren von Schnecken (Helix hortensis) vor. Ihre ganze Entwicklung verläuft innerhalb des Wirtes. Sie sind durch kugelige Sporen ausgezeichnet, die vier Sporozoiten enthalten.

3.5. Paramecium caudatum
Paramecien gehören zu den Holotricha, den allseitig Bewimperten. Eine natürliche Quelle für Paramecium ist der Spaerotilus-Rasen (Abwasserpilz) schmutziger Fließgewässer. Im vorderen und hinteren Bereich der Tiere fallen bei schwacher Vergrößerung die kontraktielen Vakuolen auf, sie dienen der Osmoregulation. Sie sind dadurch gekennzeichnet, dass sie sich langsam mit Flüssigkeit füllen (Diastole) und in periodischen Intervallen wieder zusammenziehen (Systole). Dabei wird der Inhalt wieder nach außen abgegeben. Somit wird das Wasser, dass aufgrund des osmotischen Gefälles zwischen Cytoplasma und dem Außenmedium ständig in die Zelle eindringt wieder nach außen befördert und ein Platzen des Individuums verhindert.

In der Zellmitte liegt der bohnenförmige Makronucleus, er tritt nach Färbung mit Methylgrünessigsäure in Erscheinung. Der runde Mikronucleus liegt in der Einsenkung des Makronucleus. Ein Teil der Ventralseite wird von einer flachen Vertiefung eingenommen, dem Peristom. Dessen Wimpern strudeln Nahrungspartikel zum Mundgebiet. Die an das Peristom sich anschließende Buccalhöhle senkt sich trichterartig in die Zelle ein. Am Grunde dieses Trichters werden Nahrungsvakuolen abgeschnürt, die man im ganzen Cytoplasma wiederfindet. Die Cilien des Parmeciums sind sehr regelmäßig in parallelen Längsreihen (Kineten) angeordnet. Kineten stellen eine funktionelle Einheit dar. Die Cilien schlagen metachron. Am Zellrand befinden sich lange, spindelförmige Organellen (Trichocysten). sie können bei unterschiedlichen Reizen ausgeschleudert werden, z.B. mit Hilfe von Essigsäure. Das ausschläudern der Organellen erfolgt innerhalb weniger Millisekunden. Man kann Paramecium auch färben, um z.B. die Strukturverhältnisse aufzuklären. Bei der Färbung mit Opalblau wird die Oberflächenskulptur der Zelle verdeutlicht.. Die Zelloberfläche lässt sich am besten mit einer Waffelstruktur vergleichen. Die Färbewirkung kommt dadurch zustande, dass die regelmäßigen Oberflächenvertiefungen, die Wimpernfelder mit Farbstoff gefüllt werden, während die Erhebungen, die die Wimpernfelder voneinander trennen, aus der Farbe hervorragen. Das so entstehende Muster gibt den Kinetenverlauf wieder. Mit der Versilberung werden Grundbestandteile der inneren Cortexstruktur wiedergegeben. Das sind vor allem die Basalkörper der Cilien, die Mikrofilamente, die kinetodesmalen Fibrillen sowie Mikrotubulibündel und –bänder. Paramecium ist ein Filtrierer, der mit Hilfe der Peristombewimpeung und der Oralciliatur verursacht es einen Wasserstrom, der Nahrungspartikel in die Buccalhöhle hineinstrudelt. Am Grund der Buccalhöhle wird ca. alle 45 Sekunden eine Nahrungsvakuole abgeschnürt. Nach Zugabe eine Farbstoffe (z.B. Neutralrot) kann man die Entstehung der Nahrungsvakuolen beobachten. Die Verdauung der Nahrung erfolgt in zwei Schritten. Als Erstes wird der Inhalt der Nahrungsvakuole angesäuert und anschließend enzymatisch aufgeschlossen. Die Ansäuerung der Vakuole geschieht durch die Verschmelzung von säurehaltigen Vesikeln (Acidosomen) unmittelbar nach der Abschnürung vom Cytostom. Dieser Vorgang lässt sich durch Verfütterung mit angefärbten Hefezellen (Farbstoff: Neutralrot) gut demonstrieren. Neu gebildete Nahrungsvakuolen erscheinen rot und zeigen nach etwa fünf Minuten einen Farbumschlag. Ein Verdauungszyklus bei Paramecium dauert ca. 20-30 Minuten. Die verschiedenen Verdauungsvorgänge finden nur in der Nahrungsvakuole statt, die durch die Zelle transportiert wird ( Cyclose) und nicht in verschiedenen Bereichen in der Zelle. Unverdauliche Nahrungsreste werden über den Zellafter Cytopyge, der zwischen dem Mundgebiet und dem Zellende liegt, wieder ausgeschieden.

3.6. Bewegungsstudie Chaos chaos
Bei dieser Studie ist das Wechselspiel von Pseudopodienbildung und Pseudopodienrückbildung zu beobachten, wodurch sich die Form des Tieres laufend verändert. Als weiteres sind die Cytoplasmaströme zu studieren, die immer wieder rasch die Richtung wechselt. Die Bewegung der Pseudopodien kommt durch das Aneinandergleiten von Actin- und Myosinfilamenten zustande. Sie sind zwischen Endo- und Ectoplasma in einem feinen Netzwerk angeordnet, durch dessen Maschen das homogene Grundplasma, aber nicht die im Endoplasma suspendierenden Granula passieren können. Die Actin- und Myosinfilamente ziehen sich auch quer durch das Cytoplasma und erlangen Kontaktmit anderen Bereichen des corticalen Filamentnetzes. Durch das Aneinandergleiten und Aneinanderhaften der Filamentein bestimmten Bereichen des Individuums wird eine gewisse Steifheit und Festigkeit hervorgerufen, während andere Teile des Netzes erschlafft bleiben. Dieser Überdruck in der Kontraktionszone treibt das Cytoplasma in Bereiche des geringeren Drucks. Da die Kontraktionszustände differenziert regulierbar sind kommt es am physiologischen Hinterende des sich bewegenden Einzellers zum einziehen der Pseudopodien und somit zur Faltenbildung der Zellmembran. In anderen Berreichen werden die Pseudopodien ausgebildet, die je nach Zweck und Nutzen verschiedenartig ausgebildet sind. Lange, mehr oder wenig gebogene Pseudopodien dienen der Kontaktaufnahme und der Fortbewegung, breite und lappenförmige dienen der Phagocytose.

3.7. Studie Foraminifera, Dinoflagellaten

3.7.1 Foraminifera
Foraminiferen sind Meeresprotozoen, die durch ihre Gehäuse, Reiculopodien mit Körnchenströmung und einem Generationswechsel gekennzeichnet sind. Die Schalen bestehen aus einer organischen Grundsubstanz, in die Fremdkörper eingelagert sein können, meist sind sie jedoch durch vom Tier ausgeschiedenen Kalk verfestigt. Bei vielen Arten ist die Schale von feinsten Porenkanälchen durchsetzt, in die Querwände eingebaut sein können. Die Poren dienen dem Durchtritt von Atemgasen. Ursprungliche Arten sind einkammerig (Monothalamia), die Mehrzahl sind aber mehrkammerig (Polythalamia). Die Foraminiferen leben ausschließlich im Meer und in brackigen Küstengewässern, am Boden oder auf Algen und Seegras. Die Nahrung reicht von Bakterien bis zu Nematoden und Kleinkrebsen. Auch totes Material (Detritus) wird von mehreren Arten aufgenommen. Einige Arten, die symbiotische Algen beherbergen ernähren sich ausschließlich oder teilweise von Photosyntheseprodukten ihrer Endsymbionten.

3.7.2 Dinoflagellaten
Formen mit hornartigen Körperfortsätzen
Dinoflagellaten haben als Algen- Klasse Dinophyceae ihren Platz im System der Botanik und als Protozoen-Ordnung Dinoflagellida innerhalb der Mastigiphora ihren Platz innerhalb der Zoologie. Der Grund für diese Stellung ist die Tatsache, dass ca. die Hälfte der etwa 2000 rezenten Arten Chloroplasten besitzt und Photosynthese betreibt, sie ernähren sich also pflanzlich. Die andere hälfte der Arten ernährt sich heterotroph. Diese Arten sind apoplastisch, sie besitzen im Gegensatz zu vielen anderen farblosen Phytoflagellaten keine Leukoplasten. Die Mehrzahl der Dinoflagellaten haben einen typischen Aufbau. Zwei heteromorphe Geißeln entspringen ventral, die Quergeißel liegt in einer Querfurche (Cingulum) die um den Körper läuft. Direkt unterhalb der Quegeißel entspringt die nach hinten (antapikal) gerichtete Längsgeißel, die in einer Längsfurche (Suculus) schlägt. Durch das Cingulum wird der Körper in einen oberen Teil (Episom) und einen unteren Teil (Hyposom) geteilt. Der Aufbau der Zellhülle ist charakteristisch und wird als Kriterium für die Zuordnung benötigt. Die Ernährungsweise der Dinoflagellaten ist sehr verschieden. Etw die Hälfte der Chloroplasten ist phototroph, sie besitzen also Chloroplasten. Autotroph sind jedoch nur wenige Arten (eindeutig nachgewiesen bei sechs Arten). Die meisten phototrophen Arten sind auxotroph, das heißt, sie brauchen bestimmte organische Substanzen, die sie selber nicht synthetisieren können (z.B. Vitamine). Heterotroph nennt man Organismen, die organische Substanzen als Kohlenstoff- und Energiequelle benutzen. Diese Organismen ernähren sich also tierisch.

Die meisten Dinoflagellaten sind im Meer zu finden, nur etwa 10% leben im Süßwasser. Einige wenige Arten kommen auch im Boden vor. Die meisten Arten sind freilebend. Als Ekto- oder Endoparasiten können sie im Cölom oder im Gewebe und hier zwischen den Wirtszellen leben. Das Spektrum reicht von Protisten bis zu Vertebraten. Dinoflagellatenleben auch als Endosymbionten in verschiedenen Organismen, z.B. Foraminiferen und Steinkorallen.

3.8. Parasiten: Tripanosoma congolense, Cryptobia

Tripanosoma congolense:
Diese Art wird durch ihre geringe Größe (durchschnittlich 14µ) und durch das Vorkommen ausschließlich in gedrungener Form ohne freie Geißel ausgezeichnet. Die undulierende Membran ist schmal und wenig geschwungen. Der Kern liegt etwa in der Körpermitte. In vivo zeigt Art trotz lebhafter Körperbewegungen kaum eine Vorwärtsbewegung. Die Vermehrung durch Zweiteilung zeigt die Besonderheit, dass die beiden Tochterindividuen, nicht wie bei Trypanosoma burcei bis zur völligen Trennung symmetrisch gelagert bleiben, sondern sich in der Längsrichtung aneinander vorbeischieben. Als Überträger kommen verschiedene Glossinaarten in Betracht. Trypanosoma congloense kann aber auch durch andere Stechfliegen übertragen werden und wird somit auch in Glossinen-freien Gebieten gefunden werden. Trypanosoma congloense kommt nur im Blut zur Entwicklung. Bei starkem Befall verursacht es Anämie und durch Massenansammlung unter Agglomerationsbildung in den Kapillaren deren Verstopfung. Die agglomerierten Massen verfallen der Degeneration, wodurch es zu reichlicher Toxinbildung kommt.

Cryptobia:
Diese Protozoen sind parasitische stark metabole Formen von abgeflachter Gestalt, bei denen die Schleppgeißel dem Körper in seiner ganzen Länge anhaftet. Bei der Bewegung dieser Geißel kann sich die Körperoberfläche lamellenartig erheben, doch scheint eine undulierende Membran bei keiner Art ausgebildet zu sein. Außer bei verschiedenen Wierbellosen kommen diese Arten im Darmkanal mariner Fische vor.

Literatur

• RUDOLF RÖTTGERS (HRSG.): Praktikum der Protozoologie (Gustav Fischer Verlag)
• DOFLEIN: Lehrbuch der Protozoenkunde (Gustav Fischer Verlag)
• HEINZ STREBELE, DIETER KRAUTER: Das Leben im Wassertropfen (Franckh’sche Verlagshandlung – Kosmos Naturführer), 8.Auflage
• WILFRIED WESTERHEIDE, REINHARD RIEGER (HRSG.): Spezielle Zoologie, Teil 1 (Gustav Fischer Verlag)
• KÜKENTHAL : Zoologisches Praktikum (Gustav Fischer Verlag) 22. Auflage 

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